基因治疗,特别是基于腺相关病毒(AAV)载体的基因治疗,已被证明在多种遗传性疾病的治疗中具有巨大潜力。AAV载体因其低免疫原性、长期表达稳定性和广泛的宿主范围而被广泛应用于临床前和临床试验中。然而,实现高效、低成本的AAV载体大规模纯化仍是当前面临的一大挑战。传统的纯化方法如离子交换层析和亲和层析虽能有效去除宿主细胞蛋白(HCPs),但在分离全基因组AAV载体与空壳或中间态粒子方面效果有限。
现有纯化方法的局限性
现有纯化方法存在几个显著问题:
小规模和低效性:传统方法如CsCl密度梯度离心通常耗时较长(通常需要两天),且处理量有限。
免疫原性和安全性:空壳AAV载体可能降低转导效率并引发不必要的免疫反应,同时其内的双链RNA(dsRNA)可能激活先天免疫反应。
临床适用性:碘克沙醇因交叉反应而不适用于碘过敏患者。
近期《Large-scale purification of functional AAV particles packaging the full genome using short-term ultracentrifugation with a zonal rotor》文章带来了新的进展。文章研究旨在开发一种基于两步CsCl密度梯度超速离心的大规模、短期纯化方法,用于从培养上清液中高效分离功能性全基因组AAV载体颗粒。
研究方法
AAV载体制备
使用表达腺病毒E1a、E1b和Bcl-xL的293EB细胞系,在大型生物反应器中培养并转染以产生AAV载体。转染后收集培养上清液,经核酸酶处理去除残余DNA。
超速离心纯化
使用带有分区转子的超速离心机,通过两步CsCl密度梯度(25–27%和38–40%)进行超速离心,缩短离心时间至4–5小时。通过测量各离心管中溶液的折射率(RI)来确定分离后的AAV载体颗粒。
AAV载体评价
使用定量聚合酶链反应(qPCR)、Western blot和流式细胞术评估AAV载体的基因组拷贝数、衣壳蛋白含量和转导效率。通过分析超速离心(AUC)和透射电子显微镜(TEM)分析AAV载体的纯度和形态。使用ddPCR评估AAV载体包装的基因组完整性和空壳AAV载体中可能存在的ITR片段。
AAV质量控制J标准:
Progen品牌的anti-AAV VP1/VP2/VP3 mouse antibody,货号:65158
可检测:AAV1, AAV2, AAV3, AAV5, AAV6, AAV7, AAV8, AAV9, AAVDJ, AAVrh10
在本研究中,Progen品牌的anti-AAV VP1/VP2/VP3 mouse antibody在Western blot分析中发挥了关键作用,具体体现在以下几个方面:
AAV衣壳蛋白检测
该抗体能够特异性识别AAV衣壳蛋白VP1、VP2和VP3,这些蛋白是AAV颗粒的结构组成部分,对于AAV的完整性和功能性至关重要。通过Western blot,研究人员能够直观地检测到不同离心分数中AAV衣壳蛋白的存在与否,进而判断AAV载体的纯度和完整性。
纯化效果的验证
在AAV载体纯化过程中,准确评估纯化效果是确保最终产品质量的关键。通过检测AAV衣壳蛋白,可以验证超速离心纯化方法是否有效去除了杂质(如宿主细胞蛋白和空壳AAV载体),同时保留了功能性全基因组AAV载体。
质量控制
在AAV载体的生产和纯化过程中,质量控制是确保产品安全性和有效性的重要环节。anti-AAV VP1/VP2/VP3 mouse antibody作为一种高质量的质量控制工具,能够帮助研究人员实时监测AAV载体的纯化进度和质量,确保产品符合临床应用的标准。
实验结果
高效分离全基因组AAV载体
通过两步CsCl密度梯度超速离心,成功实现了从大量培养上清液中高效分离全基因组AAV载体的目标。离心时间缩短至4–5小时,且处理量提升至1000mL。
高纯度AAV载体
AUC和TEM分析表明,纯化后的AAV载体具有高纯度,空壳和中间态粒子得到有效去除。ddPCR分析进一步证实,空壳AAV载体中含有ITR片段,但全基因组AAV载体则包含完整的基因组序列。
功能性验证
转导效率实验表明,纯化后的AAV载体在目标细胞中具有高转导效率,进一步验证了其功能性。
结论
本研究开发了一种基于两步CsCl密度梯度超速离心的大规模、短期纯化方法,用于从培养上清液中高效分离高纯度全基因组AAV载体。该方法不仅缩短了离心时间并提高了处理量,而且通过一系列评估手段验证了纯化后AAV载体的高纯度和功能性。特别是,Progen品牌的anti-AAV VP1/VP2/VP3 mouse antibody在Western blot分析中的成功应用,为AAV载体的质量控制提供了有力支持。未来,该纯化方法有望在临床研究和GMP生产中发挥重要作用。
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