您不曾了解系列6：细胞外基质（ECM）研究工具

      前情回顾：

     【1】您不曾了解系列：微管蛋白tubulin染色（活细胞），点击了解

     【2】您不曾了解系列2：活细胞微丝F-actin染色（兼容固定细胞），点击了解

     【3】您不曾了解系列3：活细胞DNA染色，点击了解

     【4】您不曾了解系列4：活细胞脂质染色，点击了解

     【5】您不曾了解系列5：SPY探针，全新一代的活细胞成像工具，点击了解

       细胞外基质（ECM）是由胶原蛋白（Collagen），非胶原糖蛋白（主要包括纤维连接蛋白（Fibronectin），层粘蛋白（Laminin））和蛋白聚糖组成。这些成分从细胞中分泌出来，形成围绕细胞和组织的ECM网络，ECM调节细胞功能的许多方面，包括细胞的动态行为，细胞骨架组织和细胞间通讯。

您不曾了解系列：细胞外基质（ECM）研究工具

      细胞外基质（ECM）的形成需要细胞分泌ECM蛋白，ECM是通过遵循严格的分层组装模式来实现的，该模式从纤连蛋白丝在细胞表面的沉积开始，这一过程称为原纤维形成（1）。细胞通过降解和重组机制继续重塑ECM，在发育，伤口愈合以及某些疾病状态下，ECM的动态特征尤为明显（2）。据估计，包含哺乳动物ECM或“核心基质”的蛋白质超过300种，而其中不包括大量与ECM相关的蛋白质，细胞通过诸如整合素（Integrin）和合成癸烷之类的受体与ECM相互作用，从而传导多种信号以调节关键的细胞过程，例如分化，细胞的增殖，存活和运动等（3），同时ECM还能结合生长因子，例如VEGF，HGF和BMP，它们被认为会产生生长因子梯度，从而调节发育模式的形成（4），许多ECM调控的细胞过程是通过肌动蛋白和微管细胞骨架的重组而实现的（5）。注：文章段落后括号中数字对应文末的参考文献。

ECM在各类疾病中的作用

      ECM组分的异常调节或遗传缺陷通常会导致致病状态。

      遗传疾病：已显示出几种由ECM基因突变引起的疾病，包括黄斑变性疾病（Fibulin 3）（6），骨关节炎（Asporin）（7）和先天性肌营养不良（Laminins）（8）。 指出给定ECM蛋白表达的改变与癌症有关（9）。众所周知，通过基质金属蛋白酶（MMP）的作用，ECM的降解是癌细胞转移侵袭的先决条件（10）。

      动脉粥样硬化： 动脉粥样硬化与胶原蛋白斑块的沉积有关（11）。

     生物医学应用：再生医学和组织工程领域正在利用ECM尝试根据给定的细胞类型生成可预测的组织和器官形成（12,13）。

      Cytoskeleton提供了独特的荧光标记和生物素化Fibronectin，Laminin系列产品，下面列出了这些产品的几种应用：

       应用1：体外伪足/足小体侵袭试验（货号：FNR01，FNR02，LMN01，LMN02）

      Cytoskeleton的荧光标记Fibronectin，Laminin可用于伪足/足小体体外侵袭试验（16）。该检测方法允许对特定ECM组分以及局部细胞侵袭进行高分辨率成像分析，并可用于评估细胞的浸润潜能。

       应用 2：涉及纤连蛋白基质组装的信号传导途径：原纤维形成检测（货号：FNR01，FNR02，FNR03）

      与其他可以在生理条件下自动聚合的ECM组分不同，Fibronectin的组装是一种依赖细胞的过程。了解FN组装所涉及的机制以及这些与细胞，纤维化和免疫反应之间的相互作用可能揭示了调控异常组织修复过程的疗法的未来发展目标。同样，组织工程很大程度上依赖于控制细胞外基质形成的速率和模式的能力。Cytoskeleton荧光标记的Fibronectin可用于检测原纤维形成。

     荧光纤连蛋白（FNR01 和FNR02）

该方法涉及通过掺入荧光纤连蛋白来对纤维丝形成进行荧光示踪（17），通过向细胞培养基中加入TRITC标记的Fibronectin（FNR01）或HiLyte488标记的Fibronectin（FNR02），可以观察到可溶性Fibronectin向细胞表面不溶纤维丝的转化，掺入的纤连蛋白的水平可以通过荧光显微镜观察和定量（18）。

      生物素化纤连蛋白底物（FNR03）

该方法将生物素化的Fibronectin掺入目标细胞，并定量可溶性（细胞结合）和不溶性（原纤维）纤连蛋白，该检测方法已成功用于检查Rho蛋白在原纤维形成中的作用（19）。

       应用3：组织工程应用程序（货号：FNR03 和LMN03）

      生物素化的ECM蛋白在与链霉亲和素表面结合时可以采用更天然的构象，并且可以导致细胞与ECM的结合增强（20）。

      荧光纤连蛋白和生物素化纤连蛋白底物产品推荐：

      参考文献：

      1.Sottile J. and Hocking D. 2002. Fibronectin polymerization regulates the composition and stability of extracellular matrix fibrils and cell-matrix adhesions. Mol. Biol. Cell. 13, 3546-3559.

      2.Daley W. et al. 2007. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine. J. Cell Sci. 121, 255-264.

      3.Hynes R. and Naba. 2011. Overview of the matrisome-an inventory of extracellular matrix constituents and functions. Cold Spring Harb Perspect Biol. doi:10.1101.

      4.Taipale J. and Keski-Oja J. 1997. Growth factors in the extracellular matrix. FASEB J. 11, 51-59.

      5.Ballestrem C. et al. 2004. Interplay between the actin cytoskeleton, focal adhesions and microtubules. Cell Motility. Ed Anne Ridley, Michelle Peckham and Peter Clark. 75-99.

      6.Klenotic PA. et al. 2004. Tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP-3) is a binding partner of epidermal growth factor-containing fibulin-like extracellular matrix protein 1 (EFEMO1). Implications for macular degeneration. J. Biol. Chem. 279, 30469-30473.

      7.Kizawa H. et al. 2005. An aspartic acid repeat polymorphism in aspirin inhibits chondrogenesis and increases susceptibility to osteoarthritis. Nat. Genet. 37, 138-144.

      8.Hall TE. et al. 2007. The zebrafish candyfloss mutant implicates extracellular matrix adhesion failure in laminin alpha-2-deficient congenital muscular dystrophy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104, 7092-7097.

      9.Hu J. et al. 2008.  Matrix metalloproteinase inhibitors as therapy for inflammatory and vascular disease. Nat. Rev. Drug Discov. 6, 480-498.

      10.Pupa S. et al. 2002. New insights into the role of extracellular matrix during tumor onset and progression. J. Cell Physiol. 192, 259-267.

      11.Seyama Y. and Wachi H. 2004. Artherosclerosis and matrix dystrophy. J. Artheroscer. Thromb. 11, 236-245.     

      12.Causa F. et al. 2007. A multi-functional scaffold for tissue regeneration: the need to engineer a tissue analog. Biomaterials. 28, 5093-5099.

      13.Barker TH. 2011. The role of ECM proteins and protein fragments in guiding cell behavior in regenerative medicine. Biomaterials. 32, 4211-4214.

      14.Kleinman HK. Et al. 1982. Isolation and characterization of type IV procollagen, laminin and heparin sulfate proteoglycan from EHS sarcoma. Biochemistry. 21, 6188-6193.

      15.Yuan K. et al. 2006. In vitro matrices for studying tumor cell invasion. Cell Motility in Cancer Invasion and Metastasis Ed. A. Wells. 25-54.

      16.Artym V. et al. 2009. ECM degradation assays for analyzing local cell invasion. Meth. Mol. Biol., Extracellular Matrix Protocols. 522, 211-219.

      17.Pankov R. and Momchilova A. 2009. Fluorescent labeling techniques for investigation of fibronectin fibrillogenesis (labeling fibronectin fibrillogenesis). Methods Mol. Biol., Extracellular Matrix Protocols. 522, 261-274.

      18.Pankov R. et al. 2000.  Integrin dynamics and matrix assembly: tensin-dependent translocation of alpha (5)beta(1) integrins promotes early fibronectin fibrillogenesis. J. Cell Biol. 148, 1075-1090.

      19.Pankov R. and Yamada K. 2004. Non-radioactive quantification of fibronectin matrix assembly. Curr. Protoc. Cell Biol. 10.13.1-10.13.9.

      20.Lehnert M, et al. 2011. Adsorption and conformation behavior of biotinylated fibronectin on streptavidin-modified TiO(X) surfaces studied by SPR and AFM. Langmuir. 27, 7743-7751.

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